8542

61

Vorticella microstoma развивается в перегруженном иле с недостаточным содержанием растворенного кислорода.

Epistylis,Carchesium развиваются в заметном количестве в нитрифицирующем иле.

Vorticella convallaria – характерный представитель хорошего ила, при регенерации встречаются скоплениями; чувствительны к токсичным условиям. При недостатке растворенного кислорода вортицеллы отрываются от стебелька и образуют особую, свободно плавающую форму с венчиком ресничек на заднем конце.

Aspidisca – распространенная, почти всегда присутствующая в иле брюхореснитчатая инфузория. Чаще всего является положительным признаком для оценки качества ила. Вынослива к изменениям условий среды.

Paramecium caudatum – одна из форм, наиболее выносливых к недостатку кислорода; характерна для плохого ила. Как и другие крупные свободно плавающие инфузории встречается при большом количестве бактерий, находящихся во взвешенном состоянии при разложении ила.

Сосущие инфузории (Podophrya, Tokophrya) находятся в условиях недогрузки сооружений. Представлены формами, паразитирующими на других инфузориях.

Круглые черви (Nematoda) часто находятся на биофильтрах, а на аэротенке встречаются в заметных количествах в недостаточно аэрируемом иле, с зонами залежей. Единичные экземпляры могут быть в нормальном иле аэротенков.

Малощетинковые черви (Oligochaeta) в заметных количествах могут развиваться в илах с устойчивой нитрификацией, на биофильтрах.

Коловратки (Philodina, Monostyla, Notommata и др.) находятся в активном состоянии при достаточном обеспечении растворенным

62

кислородом в нитрифицирующем иле, но оказываются в сжатом состоянии при неблагоприятных условиях.

Водные клещи (Hydracarina) встречаются на биофильтрах, а в аэротенках – в голодающем иле при низкой температуре.

Личинки насекомых (Psichoda) обычно находятся на биофильтрах.

Рачки (Crustacea) отсутствуют в обычном иле, развиваются в заметных количествах только в голодающем иле при низкой нагрузке.

Техника приготовления сенного настоя

В термостойкий стакан помещают небольшое количество сена, заливают водопроводной водой и кипятят 15-20 мин. Выдерживают на свету двое суток затем капают 4-5 капель (можно больше) воды из лужи или аквариума. После трех дней экспозиции можно готовить и просматривать препараты из сенного настоя. Как показывает наш опыт, 5-суточный сенной настой соответствует голодающему илу, 15-суточный – удовлетворительно работающему, 20-суточный – нитрифицирующему, 25-суточный – перегруженному, 30-суточный – неадаптированному, 35-суточный – илу при недостатке кислорода.

Характеристика ила по индикаторным видам

Удовлетворительно работающий (хороший) ил. Большое разнообразие простейших по видовому составу при небольшом количественном преобладании какого-либо из видов. Постоянное наличие Aspidisca, Zoogloea. Все виды достаточно активны. Ил оседает в виде крупных тяжелых хлопьев. Вода над илом прозрачная.

Ил из регенератора:

63

a) при хорошей регенерации – количественное преобладание прикрепленных инфузорий Vorticella convallaria, Epistylis над свободно плавающими инфузориями; увеличение количества прикрепленных инфузорий и зооглей по сравнению с илом в аэротенке; организмы подвижные; хлопок ила крупный, хорошо осаждается, вода над илом прозрачная; исчезает сера в клетках нитчатых серобактерий; б) при глубокой регенерации – преобладание крупных

свободноплавающих инфузорий, увеличение размеров Vorticella и Opercularia; распад хлопка ила на более мелкие хлопья, вода над илом имеет мелкую неоседающую муть.

Голодающий ил. Мелкие размеры простейших, организмы становятся прозрачными, пищеварительные вакуоли исчезают, частично инфузории превращаются в цисты. Коловратки образуют цисты позже, чем инфузории. Зооглеи и хлопья ила прозрачные. Вода над илом мутная.

Нитрифицирующий ил. Постоянно присутствуют в заметных количествах коловратки: Philodina, Callidina и другие виды. Количественно преобладают прикрепленные инфузории: Vorticella convallaria, Carchesium, крупные амебы Arcella. Возможно присутствие в больших количествах малощетинковых червей Aeolosoma. Ил рыхлый, всплывает после осаждения.

Перегруженный ил. Малое количественное разнообразие видов, преобладают два-три. Большое количество бесцветных жгутиковых, мелких амеб, Litonotus и других мелких инфузорий. Присутствуют в заметных количествах Podophrya, Chilodon,

Vorticella microstoma, Opercularia, иногданитчатые бактерии. Ил загрязнен многочисленными включениями : органикой, мышечными волокнами, мусором и т.д. Хлопья ила темные, плотные. Вода над илом с опалесценцией.

Ил при сбросе промышленных стоков, неадаптированный.

Уменьшение разнообразия видов, преобладают один-два. Измельчение организмов, особенно V. convallaria и Оpercularia, при

64

увеличении их общего количества или при резком уменьшении общего количества в зависимости от степени токсичности стока. Неподвижное состояние реснитчатых инфузорий, гибель Flagellata, преобладание коловраток и червей.

Ил мелкий, загрязнен включениями промышленных стоков, осаждается плохо, может иметь цветные частицы. Вода над илом мутная.

Ил при недостатке кислорода. Vorticella раздувается в виде шара, некоторые представители рода лопаются и исчезают. Opercularia с замкнутым реснитчатым диском, неподвижные. Коловратки неподвижные, застывшие в вытянутом состоянии, отмирающие. Большое количество разнообразных жгутиковых. Из инфузорий почти исключительное господство Paramecium caudatum как очень выносливой формы к недостатку кислорода, способной оживленно плавать в гниющем иле. Хлопья ила распадаются. Вода над илом мутная.

Лабораторная работа № 12

ОПРЕДЕЛЕНИЕ КАЧЕСТВА ВОДЫ В ПРЕСНОВОДНОМ ВОДОЕМЕ ПО ВИДОВОМУ РАЗНООБРАЗИЮ ЗООБЕНТОСА.

Наиболее перспективным, а одновременно простым и широко используемым для анализа качества воды является метод Ф. Вудивиса, который разработан в Англии для анализа бентосных проб из прибрежных зон рек и озер по составу фауны. В этом методе учитываются индикаторное значение отдельных видов (таксонов) и изменения разнообразия фауны в условиях загрязнения.

Принцип предложенного в данной работе метода состоит в том, что определение биотического индекса по системе Ф. Вудивиса ведется по рабочей шкале, в которой использована наиболее часто встречаемая последовательность исчезновения индикаторных организмов зообентоса по мере увеличения загрязнения. Для всех живых организмов, представляющих макрозообентос и необходимых для получения результатов в данной работе,

65

предлагается определять так называемую “ группу” животных: под понятием “ группа” для одних животных подразумеваются отдельные виды, а для других, которых трудно идентифицировать даже с определителем, - более крупные таксоны, например отряд или класс. Таком образом, это достаточный предел определения животных бентоса по данной методике.

Отбор проб для анализа требует соблюдения следующих правил.

1.Отлов животных для анализа проводится специальным сачком-скребком в зоне погруженных в воду растений. Для этого совершается несколько плавных движений сачком-скребком с захватыванием ила со дна. Общее время сбора одной пробы – 1 мин. Содержимое сачка-скребка тщательно промывается от ила в воде того же пруда. Отмытое содержимое можно идентифицировать на берегу водоема или, что более удобно для дальнейшего анализа, пробы доставляют в лабораторию.

2.Необходимо либо непосредственно на берегу водоема, либо в лаборатории осмотреть несколько экземпляров мягкой растительности, чтобы выявить прикрепленные формы зообентоса или зашедшие вглубь растения, а также обитателей корневой системы. Однако специально количественный анализ фитофильной макрофауны при контроле качества вод не производится.

3.Отбор проб (см. п.1 и п.2) производят в нескольких точках, сходных по экотопу.

Дальнейшие процедуры определения качества воды проводятся в лаборатории. Стандартную разборку бентосных организмов проводят согласно табл.7, пользуясь определителями. Устанавливают общее число присутствующих групп для той или иной “ точки” в водоеме. Зная эту величину, по табл.8 спускаются вниз от личинок веснянок до олигохет и находят величину биотического индекса данной точки водоема. Далее классифицируют водоем по классам качества воды в соответствии с табл.9.

66

Таблица 7

Список выделяемых в зообентосе “ групп” для расчета индекса Вудивиса

67

Таблица 8

Рабочая шкала для определения биотического индекса

68

Оборудование и материалы:

Музейные экспонаты зообентоса; определители; каталоги макрозообентоса

Порядок выполнения лабораторной работы

1.Получить у преподавателя задание на карточках.

2.Определить представителей зообентоса, указанных цифрами, по “ музейным” экспонатам до соответствующего ранга по табл.7

3.Определить число присутствующих групп согласно табл.8 и биотический индекс водоема по табл.8.

4.Сделать вывод о качестве воды в водоеме по табл.9.

Справочный материал

Оборудование для сбора макрозообентосных проб.

Сачок-скребок с сеткой из мельничного газа №10. Банки или полиэтиленовые пакеты для сбора бентоса. Пипетки лабораторные и пипетки глазные для отбора обитателей бентоса, пинцеты. Лабораторные эксикаторы или поддоны – для сортировки организмов бентоса, предварительно следует положить под них белую бумагу для контрастирования очень мелких животных. Полевой дневник или рабочий журнал.

69

Лабораторная работа №13

БИОТЕСТИРОВАНИЕ ВОДОЕМОВ ПО УРОВНЮ БЕЛКОВ – МЕТАЛЛОТИОНЕИНОВ В МЯГКИХ ТКАНЯХ ДВУСТВОРЧАТЫХ

МОЛЛЮСКОВ

Металлотионеины (МТ) — низкомолекулярные белки с молекулярное массой 6— 7 до 15 кДа, способные связывать ионы тяжелых металлов Zn, Cd, Pb, Hg, Cu и другие и содержащие до 30% цистеина. Каждый белок способен одновременно связывать шесть двухвалентных и одиннадцать одновалентных металлов. МТ обнаружены во всех исследованных эукариотических и прокариотических организмах в концентрациях до 2 — 3 мкг/г клеток или ткани.

Показано участие этих белков в снижении токсичности ионов металлов и регуляции гомеостаза Zn и Cd в клетках. Синтез МТ в клетках и тканях индуцируется воздействиями токсической и генотоксической природы. В опытах in vitro и in vivo

70

продемонстрирована роль МТ в снижении токсичности и детоксикации тяжелых металлов: связанные с МТ они менее токсичны.

Принцип предложенного в лабораторной работе метода основан на замещении ионов металлов, хелатированных в МТ, на радиоакативный 109Cd в мягких тканях двустворчатых моллюсков.

Объектами биотестирования воды по МТ используют моллюсков

—перловицу (Unio pictorum) и беззубку {Anodonta sp.) (рис. 1)

семейства Unionidae размером 3—12 см. Внутреннее строение у них одинаково. Знание анатомии и умение препарировать позволяют определить содержание МТ в любом органе моллюска.

Можно провести моделирование загрязнения водоема кадмием в лабораторных условиях. Для этого беззубок культивируют в аквариумах с водопроводной водой, содержащей CdCl2 в концентрации 0,2 мг/л в течение 8 сут, 16 сут и 1 мес. Перенос моллюсков из реки в водопроводную воду является стрессирующим фактором, который может оказывать влияние на синтез МТ и на их жизнеспособность. Однако достоверных отличий в содержании МТ не обнаруживается, поэтому специальной адаптации при переносе не требуется. Препарирование можно осуществлять согласно анатомическому атласу внутреннего строения моллюсков (Е. Н. Цихон-Луканина). Извлеченные органы (жабры, печень, почки и мантия) очищают от посторонних включений и взвешивают. Исследования показали, что удельное содержание МТ в почках беззубок в 5 —7 раз выше, чем в печени, мантии и жабрах, и практически не зависит от возраста моллюсков. До начала анализа органы хранят при -40 ° С.